各种体液的采集方法

一、血液的采集

常用的采血方法有割（剪）尾采血、眼眶静脉丛采血、断头采血、心脏采血、颈静脉（动脉）采血、股动脉（静脉）采血、耳静脉采血、前肢头静脉才学、后肢小静脉采血等。

二、尿液的采集

实验动物的尿液常用代谢笼采集，也可通过其他装置来采集。

（一）用代谢笼采集尿液

代谢笼用于收集实验动物自然排出的尿液，是一种特别设计的为采集实验动物各种排泄物的密封式饲养笼，有的代谢笼除可收集尿液外，又可收集粪便和动物呼出的CO2。一般简单的代谢笼主要用来收集尿液。防在代谢笼内饲养的实验动物，可通过其特殊装置收集尿液。

（二）导尿法收集尿液

施行导尿术，较适宜于犬、猴等大动物。一般不需要麻醉，导尿时将实验动物仰卧固定，用甘油润滑导尿管。对雄性动物，操作员用一只手握住阴J，另一只手将阴J包皮向下，暴露龟T，使尿道口张开，将导尿管缓慢插入，导尿管推进到尿道膜部时有抵抗感，此时注意动作轻柔，继续向膀胱推进导尿管，即有尿液流出。雌性动物尿道外口在阴D前庭，导尿时于阴D前庭腹侧将导尿管插入阴D外口，其后操作同雄性动物导尿术。

用导尿法导尿可采集到没有污染的尿液。如果严格执行无菌操作，可收集到无菌尿液。

（三）输尿管插管采集尿液

一般用于要求计量单位时间内实验动物排尿量的实验。剖腹后，将膀胱牵拉腹腔外，暴露膀胱底两侧的输尿管。在两侧输尿管近膀胱处用线分别结扎，于输尿管结扎处上方剪一小口，向肾脏方向分别插入充满生理盐水的插管，用线结扎固定插管，即可见尿液从插管滴出，可以收集。采尿过程中要用38℃热生理盐水纱布遮盖切口及膀胱。

（四）压迫膀胱采集尿液

实验人员用手在实验动物下腹部加压，手法既轻柔又有力。当增加的压力使实验动物膀胱括约肌松弛时，尿液会自动流出，即行收集。

（五）穿刺膀胱采集尿液

实验动物麻醉固定后，剪去下腹部耻骨联合之上，腹正中线两侧的被毛，消毒后用注射针头接注射器穿刺。取钝角进针，针头穿过皮肤后稍微改变角度，以避免穿刺后漏尿，然后刺向膀胱方向，边缓慢进针边回抽，直到抽到尿液为止。

（六）剖腹采集尿液

按上述穿刺膀胱采集尿液法做术前准备，其皮肤准备范围应更大。剖腹暴露膀胱，直视下穿刺膀胱抽取尿液。也可于穿刺前用无齿镊夹住部分膀胱壁，从镊子下方的膀胱壁进针抽尿。

（七）提鼠采集尿液（即反射排尿法）

鼠类被人抓住尾巴提起即出现排尿反射，以小鼠的这种反射明显。可以利用这一反射收集尿液。当鼠类被提起尾巴排尿后，尿滴挂在尿道外口附近的被毛上，不会马上流走，操作人员应迅速用吸管或玻璃管接住尿滴。

（八）膀胱插管法

腹部手术同输尿管插管。将膀胱翻出腹外后，用丝线结扎膀胱颈部，阻断它同尿道的通路。然后在膀胱顶部避开血管剪一小口，插入膀胱漏斗，用丝线做以荷包缝合固定。漏斗好正对着输尿管的入口处。注意不要紧贴膀胱后壁而堵塞输尿管。下端接橡皮管插入带刻度的容器内以收集尿液。

三、胸水和腹水的采集

（一）胸水的采集

主要采用胸腔穿刺法收集实验动物的胸水，也可处死实验动物剖开胸腔采集胸水。

1、穿刺点定位

于实验动物腋后线第11～12肋间隙穿刺，穿刺针紧贴肋骨上缘，否则容易损伤肋间神经。也可在胸壁近胸骨左侧缘第4～5肋间隙穿刺。

2、穿刺方法

收集胸水常采用穿刺法。如果实验不要求动物继续存活，也可用处死动物剖胸取胸水。穿刺部位在动物脊侧腋后线胸壁第11～12肋间隙穿刺较安全。此部位是肺下界之外侧，既可避免损伤肺组织造成气胸，又易采集在隔肋窦的胸水。此外，也可在腹侧胸壁近胸骨左侧缘第4～5肋间隙穿刺。如果有条件在穿刺针头与注射器之间连一个三通管，但应注意正确运用三通管。

实验动物取立位或半卧位固定，局部皮肤去毛、消毒、麻醉，穿刺针头与注射器之间接三通连接装置，实验人员以左手拇指、食指绷紧局部皮肤，右手用带夹的橡皮管套上12～14号针头，沿肋骨前缘小心地垂直刺入（紧靠肋骨下缘处垂直进针），穿刺肋间肌时产生一定阻力，当阻力消失有落空感时，说明已刺入胸膜腔，用左手固定穿刺针，打开三通连接装置，缓慢抽取胸水。穿刺结束迅速拔出针头，轻揉穿刺部位，促进针孔闭合并注意消毒。

操作中严防空气进入胸腔，始终保持胸腔负压。穿刺应用手控制针头的深度，以防穿刺过深刺伤肺脏。

（二）腹水的采集

1、抽取狗等大动物腹水，让狗按自然站立位固定，穿刺部位在耻骨前缘与脐之间，腹中线两侧。剪毛消毒，局部浸润麻醉。操作者左手姆、食指紧绷穿刺部位的皮肤，右手控制穿刺深度做垂直穿刺。注意不可刺的太深，以免刺伤内脏。穿刺针进入腹腔后，腹水多时可见因腹压高而自动流出。腹水太少可轻轻回抽，并同时稍稍转动一下针头，一旦有腹水流出，立即固定好针头及注射器的位置连续抽取。

2、抽取大鼠、小鼠的腹水方法简单，用左手拇指及食指捏住动物颈部皮肤，无名指、小手指及手掌夹住其尾巴固定好动物，使其腹部略朝上，在腹股沟和腹中线之间，消毒皮肤，用8号针头刺入腹腔，如腹压高腹水自然流出，如腹水太少，可借助注射器抽取。

抽腹水时注意不可速度太快，腹水多时不要一次大量抽出，以免因腹压突然下降导致动物出现循环功能障碍等问题。

四、 分泌液的采集

（一）阴D分泌物的采集

适于观察阴D角质化上皮细胞。

1、 滴管冲洗法

用消毒滴管吸取少量生理盐水仔细、反复冲洗被检雌性动物阴D，将冲洗液吸出滴在载波片上晾干后染色镜检。也可直接将冲洗液置于低倍显微镜下观察，根据细胞类型变化鉴别实验动物动情周期中的不同时期。

2、棉拭子法

用消毒棉拭子旋转插入动物阴D内，然后在阴D内轻轻转动几下后取出，即可进行涂片镜检。有的动物如大、小鼠等，阴D液较少，取其阴D液时，可用先浸湿后又挤尽无菌生理盐水的棉拭子取阴D液，这种棉拭子比干棉拭子容易插入阴D。对体型较大的实验动物，也可先按摩或刺激其阴部，而后再采集其阴D液。

3、刮取法

用光滑的玻璃小勺或牛角制的小刮片慢慢插入阴D内，在阴D壁轻轻刮取一点阴D内含物，进行涂片镜检。

（二）精液（semen）的采集

1、人工阴D套采精液法

本法适用于犬、猪、羊等大动物，采用特制的人工阴D套套在实验动物阴J上采集精液。采精时，一手捏住阴D套，套住雄性动物的阴J，以*套住雄性动物的阴J为佳，插入阴D套后，若实验动物发出低叫声，表明已经射精。此时可取下阴D套，拆下采精瓶，取出精液，迅速做有关检查。

2、阴D栓采精法

本法是将阴D栓涂片染色，镜检凝固的精液。阴D栓是雄性大、小鼠的精液和雌性阴D分泌物混合，在雌鼠阴D内凝结而成白色稍透明、圆锥形的栓状物，一般交配后2～4小时即可在雌鼠阴D口形成，并可在阴D停留12～24小时。

3、其他采精液法

将发情的雌性动物放在雄性动物一起，当雄性动物被刺激发情后，立即将雄性动物分开，再用人工法刺激其射精。也可按摩雄性动物的生殖器或用电流等物理方法刺激雄性动物的阴J或其他性敏感区，使雄性动物被刺激发情，直射精，用采精瓶采集射出的精液。

（三）乳汁的采集

用按摩挤奶收集乳汁的方法适合犬、猪、羊等大动物乳汁的采集。选用哺乳期的实验动物，在早上采集乳汁量多，用手指轻轻按摩实验动物乳头，使乳汁自然流出，如乳汁不能自然流出，可张开手掌从乳房基底部朝乳头方向按摩、挤压整个乳房，即可挤出乳汁。

五、消化液的采集

（一） 唾液

1、直接抽取法

在急性实验中，可用吸管直接插入动物口腔或唾液腺导管抽吸唾液，此法非常简单，但从口腔抽吸唾液会有杂质混入。

2、制造腮腺瘘法

在慢性实验中，收集狗的唾液，要用外科手术方法将腮腺导管开口移向体外，即以腮腺导管为中心，切成一直径约2～3cm的圆形粘膜片，将此粘膜片，与周围组织分开，穿过皮肤切口引到颊外，将带有导管开口的粘膜片与周围的皮肤缝合，腮腺分泌的唾液就流出颊外。这种方法可以收集到较纯净的唾液。

（二）胃液

1、直接收集胃液法

急性实验时，先将动物麻醉，将插胃管经口插入胃内，在灌胃管的出口连一注射器，用此注射器可收集到胃液，此法适用于狗等大型动物。如是大鼠，需手术剖腹，从幽门端向胃内插入一塑料管，再由口腔经食道将一塑料管插入前胃，用pH7.5、35℃左右的生理盐水，以12ml/h的流速灌胃，收集流出液，进行分析。

2、制备胃瘘法

在慢性实验中，收集胃液多用胃瘘法，如全胃瘘法、巴氏小胃瘘法、海氏小胃瘘法等。制备小胃是将动物的胃分离出一小部分，缝合起来形成小胃，主胃与小胃互不相通，主胃进行正常消化，从小胃可收集到纯净的胃液。应用该法，可以待动物恢复健康后，在动物清醒状态下反复采集胃液。

（三）胰液和胆汁

在动物实验中，主要是通过对胰总管和胆总管的插管而获得胰液或胆汁。狗的胰总管开口于十二指肠降部，在紧靠肠壁处切开胰管，结扎固定并与导管相连，即可见无色的胰液流入导管。大鼠的胰管与胆管汇集于一个总管，在其入肠处插管固定，并在近肝门处结扎和另行插管，可分别收集到胰液和胆汁。有时也可通过制备胰瘘和胆囊瘘来获得胰液和胆汁。

六、脑脊液的采集

（一）狗、兔脑脊液的采集通常采取脊髓穿刺法

穿刺部位在两髂连线中点稍下方第七腰椎间隙。动物轻度麻醉后，侧卧位固定，使头部及尾部向腰部尽量弯曲，剪去第七腰椎周围的被毛。消毒后操作者在动物背部用左手姆、食指固定穿刺部位的皮肤，右手持腰穿刺针垂直刺入，当有落空感及动物的后肢跳动时，表明针已达椎管内（蛛网膜下腔），抽去针芯，即见脑脊液流出。如果无脑脊液流出，可能是没有刺破蛛网膜。轻轻调节进针方向及角度，如果脑脊液流的太快，插入针芯稍加阻塞，以免导致颅内压突然下降而形成脑疝。

（二）大鼠脑脊液的采集可采用枕大孔直接穿刺法

在大鼠麻醉后，头部固定于定向仪上。头颈部剪毛、消毒，用手术刀沿纵轴切一纵行切口（约2cm）用剪刀钝性分离颈部背侧肌肉。为避免出血，深层附着在骨上的肌肉用手术刀背刮开，暴露出枕骨大孔。由枕骨大孔进针直接抽取脑脊液。抽取完毕逢好外层肌肉、皮肤。刀口处可撒些磺胺药粉，防止感染。采完脑脊液后，应注入等量的消毒生理盐水，以保持原来脑脊髓腔的压力。

七、骨髓的采集

1、大鼠、小鼠骨髓的采集

用颈椎脱臼法处死动物，剥离出胸骨或股骨，用注射器吸取少量的Hank平衡盐溶液，冲洗出胸骨或股骨中全部骨髓液。如果是取少量的骨髓作检查，可将胸骨或股骨剪断，将其断面的骨髓挤在有稀释液的玻片上，混匀后涂片凉干即可染色检查。

2、大动物骨髓的采集

狗等大动物骨髓的采集可采取活体穿刺方法。先将动物麻醉、固定、局部除毛、消毒皮肤，然后估计好皮肤到骨髓的距离，把骨髓穿刺针的长度固定好。操作人员用左手把穿刺点周围的皮肤绷紧，右手将穿刺针在穿刺点垂直刺入，穿入固定后，轻轻左右旋转将穿刺针钻入，当穿刺针进入骨髓腔时常有落空感。狗骨髓的采集，一般采用髂骨穿刺。狗等大动物常用的骨髓穿刺点：胸骨：穿刺部位是胸骨体与胸骨柄连接处。肋骨：穿刺部位是第5～7肋骨各点的中点。胫骨：穿刺部位是股骨内侧、靠下端的凹面处。如果穿刺采用的是肋骨，穿刺结束后要用胶布封贴穿刺孔，防止发生气胸。